Как проводится контроль стерилизации? Контроль качества стерилизации Способы контроля эффективности стерилизации

В комплексе мероприятий по стерилизации изделий медицинского назначения важное значение имеет организация и проведение контроля за ее эффективностью. Используемые до настоящего времени методы и средства контроля не всегда позволяют выявить дефекты стерилизации, что влечет за собой повышение уровня внутрибольничных инфекций.

Контроль эффективности работы стерилизационного оборудования осуществляется физическими, химическими и биологическим (бактериологическим) методами. Надежность этих методов неодинакова.

Контроль стерилизации

Физические и химические методы предназначены для оперативного контроля и позволяют контролировать соблюдение параметров режимов паровой, газовой, воздушной стерилизации, температуру, давление, экспозицию.

Недостаток этих методов заключается в том, что они не могут служить доказательством эффективной стерилизации. Достоверным для определения эффективности является только бактериологический метод.

Физические методы

Физические методы контроля осуществляются с помощью средств измерения температуры (термометры, термопары), давления (манометры, мановакуумметры) и времени (таймеры). Современные стерилизаторы оснащены также записывающими устройствами, фиксирующими отдельные параметры каждого цикла стерилизации.

Химические методы

В течение десятков лет для проведения химического контроля применялись химические вещества, изменяющие свое агрегатное состояние или цвет при температуре, близкой к температуре стерилизации (бензойная кислота для контроля паровой стерилизации, сахароза, гидрохинон и ряд других веществ — для контроля воздушной стерилизации).

При изменении цвета и расплавлении указанных веществ результат стерилизации признавался удовлетворительным.

Однако многолетние наблюдения и данные литературы указывают, что при удовлетворительных результатах химического контроля с помощью названных индикаторов, бактериологический контроль в ряде случаев (до 12%) выявляет неудовлетворительный результат стерилизации.

Кроме того, эти вещества имеют существенный недостаток. Переход их в другое агрегатное состояние не дает представления о продолжительности воздействия температуры, при которой происходит их расплавление.

Принимая во внимание недостаточную достоверность использования указанных индикаторов для контроля, а также значительную трудоемкость и неудобство их практического применения, в 70-х годах были разработаны химические индикаторы, изменение цвета которых происходит при воздействии температуры, принятой для данного режима, в течение времени, необходимого для стерилизации.

По изменению окраски этих индикаторов можно судить о том, что основные параметры процесса стерилизации — температура и время — выдержаны. Длительное применение таких индикаторов показало их высокую надежность.

Более сложные индикаторы предназначены для контроля критических параметров процесса стерилизации.

До конца 80-х годов не существовало стандартов на выпускаемые различными фирмами химические индикаторы и не было попыток классифицировать их. Лишь в 1995 году международная организация по стандартизации (ISO) опубликовала документ «Стерилизация медицинских изделий. Химические индикаторы. Часть 1».

С января 2002 года в России введен в действие ГОСТ Р ИСО 11140-1 «Стерилизация медицинской продукции. Химические индикаторы. Общие требования». Согласно этому документу химические индикаторы распределены на шесть классов.

Индикаторы 1-го класса являются индикаторами («свидетелями») процесса.

Примером такого индикатора является термоиндикаторная лента, наклеиваемая перед проведением стерилизации на текстильные упаковки или стерилизационные коробки.

Изменение цвета ленты указывает, что упаковка подверглась воздействию процесса стерилизации. Такие же индикаторы могут помещаться в наборы хирургических инструментов или операционного белья.

2-й класс индикаторов предназначен для использования в специальных тестовых процедурах, например, при проведении теста Бовье-Дика (Bowie-Dick test). Этот тест не контролирует параметры стерилизации, он оценивает эффективность удаления воздуха из камеры парового стерилизатора.

Индикаторы 3-го класса являются индикаторами одного параметра. Они оценивают максимальную температуру, но не дают представления о времени ее воздействия. Примерами такого рода индикаторов являются описанные выше химические вещества.

4-й класс — это многопараметровые индикаторы. Они содержат красители, изменяющие свой цвет при сочетанном воздействии нескольких параметров стерилизации, чаще всего — температуры и времени. Примером таких индикаторов служат термовременные индикаторы для контроля воздушной стерилизации.

5-й класс — интегрирующие индикаторы. Эти индикаторы реагируют на все критические параметры метода стерилизации. Характеристика этого класса индикаторов сравнивается с инактивацией высокорезистентных микроорганизмов.

6-й класс — индикаторы-эмуляторы. Эти индикаторы должны реагировать на все контрольные значения критических параметров метода стерилизации.

Биологический метод

Наряду с физическими и химическими применяется бактериологический метод контроля стерилизации. Он предназначается для контроля эффективности стерилизационного оборудования.

До недавнего времени для контроля паровой и воздушной стерилизации использовались пробы садовой земли, содержащей микроорганизмы, высокорезистентные к воздействию стерилизующих факторов.

Однако устойчивость микроорганизмов в различных пробах неодинакова, что не позволяет стандартизировать результаты контроля.

В настоящее время для проведения бактериологического контроля используются биотесты, имеющие дозированное количество спор тест-культуры. Контроль эффективности стерилизации с помощью биотестов рекомендуется проводить 1 раз в 2 недели. В зарубежной практике принято применять биологическое тестирование не реже 1 раза в неделю.

В ряде случаев возникает необходимость проведения контроля с помощью биотестов каждой загрузки стерилизатора. Прежде всего, речь идет о стерилизации инструментов, используемых для выполнения сложных оперативных вмешательств, требующих применения высоконадежных стерильных материалов.

Каждая загрузка имплантируемых изделий также должна подвергаться бактериологическому контролю. При этом использование простерилизованных материалов задерживается до получения отрицательных результатов контроля.

Тех же принципов при определении периодичности контроля рекомендуется придерживаться в отношении газовой стерилизации, являющейся по сравнению с другими методами более сложной.

Источник: http://steriliz.narod.ru/07contr.htm

Стерилизация: понятия, методы, режимы

Стерилизация – (от лат. Обеспложивание) – это полное уничтожение м/о и их спор путем воздействия как физических факторов, так и химических препаратов. Стерилизация проводится после дезинфекции ПСО и контроля качества ПСО. Стерилизация является важнейшим звеном, последним барьером профилактики ВБИ в ЛПУ. Она защищает пациента от любой инфекции.

Документы, регламентирующие способы стерилизации.

Необходимо помнить, что для проведения стерилизации, необходимо знать и уметь применять законы, инструкции, правила и др. инструктивно-методические документы в области инфекционной безопасности. В настоящее время действует отраслевой стандарт (ост. 42-21-8-85, определяющий методы, средства и режимы стерилизации и дезинфекции изделий мед.

назначения, который дополнен приказом №408 «Методическими указаниями по дезинфекции, ПСО и стерилизации, предметов медицинского назначения», утвержденный МЗ России 30 декабря 1998г. №МУ-287-113.

Эти документы являются обязательными и определяющими для всех ЛПУ и дают возможность широкого выбора средств и методов наиболее подходящих в условиях данного ЛПУ. Стерилизации подвергаются все изделия, соприкасающиеся с раневой поверхностью, контактирующие с кровью или инъекционными препаратами и отдельные виды мед.

инструментов, которые в процессе эксплуатации соприкасаются со слизистыми оболочками могут вызвать их повреждения. «Стерильность» — состояние медицинского изделия, когда оно не содержит жизнеспособных м/о.

Методы стерилизации различают:

• физический (термический): паровой, воздушный, гласперленовый;
• химический: газовый, химические препараты, радиационный;
• плазменный и озоновый (группа химических веществ).

Выбор того или иного метода стерилизации зависит от свойств объекта и самого метода — его достоинств и недостатков.

Изделия в упаковке стерилизуют при децентрализованной или централизованной системах, а так же на промышленных предприятиях, выпускающих ИМН однократного применения.

Изделия без упаковки стерилизуют только при децентрализованной системе ЛПУ. Паровой и воздушный методы стерилизации – самые распространенные в ЛПУ.

Стерилизаторы: паровой, воздушный, газовый.

Паровой метод:

Надежный нетоксичный, недорогой, обеспечивает стерильность не только поверхности, но и всего изделия. Его осуществляют при сравнительно невысокой температуре, он обладает щадящим действием на обрабатываемый материал, позволяя стерилизовать изделия в упаковке, благодаря чему предупреждается опасность повторного обсеменения м/о.

Стерилизующий агент при этом методе – водяной насыщенный пар под избыточным давлением.

Режимы стерилизации:

• 1-й режим (основной) – t 1320, 2 атм., 20` — предназначен для изделий из бязи, марли, стекла, включая шприцы с пометкой «2000С», изделий из коррозийно-стойкого металла.
• 2-й режим (щадящий) – t 1200, 1,1 атм., 45` — рекомендуется для изделий из тонкой резины, латекса, полиэтилен высокой плотности.
• 3-й режим — t 1340, 2 атм., 5`.

Условия проведения стерилизации: все изделия, стерилизуемые паром под давлением, предварительно помещают упаковку – стерилизационные коробки (биксы или контейнеры). С фильтром или без фильтров, крафт-пакеты и др. упаковку, предназначенную для паровой стерилизации.

Сроки хранения стерилизации изделий зависит от упаковки:

1. изделия, простерилизованные в стерилизационных коробках без фильтра (КС) – 3 суток (72 часа);
2. в стерилизационных коробках с фильтром (КФ) – до 20 суток, при условии ежемесячной смены фильтров;
3. в двойной мягкой упаковке из хлопчатобумажной ткани, крафт-бумаги – 3 сут. (72 часа).

Недостатки метода:

• вызывает коррозию инструментов из нестойких металлов;
• превращаясь в конденсат, увлажняет стерилизуемые изделия, тем самым улучшая условия хранения и увеличивая опасность повторного обсеменения м/о.

Воздушный метод.

Стерилизующий агент – сухой горячий воздух. Отличительная особенность метода – не происходит увлажнения упаковки и изделий, и связанного с этим уменьшения срока стерильности, а так же коррозии металлов.

Режимы стерилизации:

• 1-й режим (основной) — t 1800 – 60 мин. – предназначен для стерилизации изделий из стекла, включая шприцы с пометкой «2000С», изделий из металла, в том числе и коррозийно-стойких металлов.
• 2-й режим (щадящий) — t 1600 – 150 мин. – предназначен для стерилизации изделий из силиконовой резины, а так же деталей некоторых аппаратов и приборов.

Условия проведения стерилизации: изделия стерилизуются без упаковки на сетках с упакованными в бумагу упаковочную, соответствующую требованиям действующего отраслевого стандарта.

Недостатки метода: медленное и неравномерное прогревание стерилизуемых изделий; необходимость использования более высоких температур; невозможность использования для стерилизации изделий из резины, полимеров; неосуществимость использовать все имеющие упаковочные материалы.

Примечания: стерилизации подвергают сухие изделия; изделия, простерилизованные в крафт-пакете, упаковке без бумаги мешочной влагопрочной, хранят – 3 сут.

(72 часа); в 2-слойной упаковке из бумаги крепированной для мед.

целей – до 20 суток; изделия, простерилизованные без упаковки, должны быть использованы непосредственно после стерилизации в течении рабочей смены (6 часов) в асептических условиях.

Гласперленовый метод. Стерилизуют цельнометаллические стоматологические, косметологические инструменты, погружая в среду стеклянных шариков, нагретых до 190-2500.

Источник: https://megaobuchalka.ru/8/32842.html

Контроль качества стерилизации

Надежность стерилизации определяют следующие факторы;

• возможности и техническое состояние стерилизационной аппарату­ры;
• соблюдение правил и режимов стерилизации;
• качество предстерилизационной очистки’,
• квалификация парамедиков;
• выбор метода стерилизации.

К сожалению, до настоящего времени в РФ все еще используют индикато­ры плавления. К недостаткам можно отнести их приблизительное свидетель­ство о достижении требуемой температуры.

Несмотря на сложную финансовую ситуацию в стране, ЛПУ приобретают современные термовременные индикаторы стерилизации одноразового при­менения- «Винар», «Стерикинг», «Медтест», которые позволяют обеспечить достаточный контроль процесса стерилизации.

Методы контроля стерилизации могут быть:

1. оперативными;
2. долгосрочными.

1. Оперативные методы контроля - те, которые проводятся непосред­ственно после стерилизации.

Оперативные средства контроля:

• визуальные средства;
• манометры;
• термометры;
• вакуумметры;
• максимальные термометры;
• химические средства - стеклянные индикаторы (внутри находятся хими­ческие вещества, которые меняют свой цвет при определенной тем­пературе). Масса должна окрашиваться однородно!

Для паровых стерилизаторов:

1. « Стериконт», «Стеритест» (лента) - 132 °С - 20 мин;
2. «Винар» (лента) - 120 °С - 45 мин.

Для воздушных стерилизаторов:

• «Винар» (лента) -180 °С - цвет «хаки»;
• «Стерикинг» - 180 °С - черный.

Используют редко:

• винную кислоту - 170 °С - стекает и становится белой;
• гидрохинон -169 -171 °С - черный;
• тиомочевину - 180 °С- ярко-желтый цвет.

В настоящее время, помимо термовременных индикаторов контроля стери­лизации «Винар», «Стерикинг», используют большое количество более совре­менных термовременных индикаторов.

Источник: https://studopedia.net/3_77236_kontrol-kachestva-sterilizatsii.html

Контроль качества и эффективность стерилизации

Контроль позволяет улучшить качество стерилизации в ЛПУ. Он предусматрива-ет определение эффективности и параметров стерилизации.

Надежность воздушной стерилизации зависит от конструкции стерилизатора, его исправности, схемы и объема загрузки, используемой защитной упаковки, применяе-мых методов оперативного и периодического контроля, подготовки персонала, обсу-живающего стерилизатор.

Проблема надежности особенно актуальна при эксплуатации аппаратов уста-ревших типов, при отсутствии доступных методов контроля стерилизации.

Контроль эффективности стерилизации в воздушном стерилизаторе осуществ-ляется бактериологическим методом и химическими термовременными индикаторами.

Бактериологический метод контроля проводят с помощью биотеста — объекта из определенного материала, обсемененного тест-микроорганизмами. В качестве носителей используют небольшой флакон, содержащий споры B.Licheniformis.

Конт-роль проводят в соответствии с утвержденной методикой. Существуют и готовые сертифицированные тесты со спорами B.

Licheniformis с цветными питательными средами, позволяющими провести бактериологический контроль непосредственно в ЦСО при наличии в нем термостата.

Контроль воздушной стерилизации химическими термовременными ин-дикаторами. Для оперативного контроля ранее рекомендовали многочисленные хи-мические вещества, точка плавления которых соответствует температуре стерилиза-ции.

Но на сегодняшний день всем ясно, что они не могут считаться надежными инди-каторами, поскольку не дают представления о времени воздействия горячего возду-ха на изделие.

Такой контроль носит ориентировочный характер и не гарантирует достижения стерильности в процессе стерилизации.

Надежность оперативного контроля существенно повышается при использова-нии индикаторов интегрированного действия, в частности, НП фирмы «Винар» ИС-160 и ИС-180, изменяющая окраску до цвета эталона только при воздействии на них температуры стерилизации в течение всей стерилизационной выдержки.

Полос-ки индикатора закладываются в контрольные точки стерилизатора при каждом цикле стерилизации. Если окраска индикатора после стерилизации в какой-либо точке свет-лее эталона, все изделия считаются нестерильными.

Пакеты из пергаментной бумаги, используемые для упаковки, при стерилизации в современной стерилизующей аппаратуре имеют подобный индикатор, нанесенный в фабричных условиях.

Надежность паровой стерилизации зависит от нескольких факторов:

• соблюдения условий эксплуатации;
• точности контрольно-измерительных приборов, установленных на стерилизаторе;
• полноты удаления воздуха из стерилизуемых изделий;
• герметичности камеры стерилизатора.

Методы периодического контроля паровых стерилизаторов изложены в системе «чистый инструмент». Они включают:

• проверку точности манометра;
• проверку точности регистрации самописцами температуры и давления;
• контроль герметичности камеры стерилизатора;
• контроль качества автоматического вакуум-теста;
• контроль эффективности сушки текстильных материалов;
• проверку полноты удаления воздуха из стерилизуемых изделий. Определение эффективности бактериологическим методом в паровом сте-рилизаторе осуществляется тестами, содержащими споры B.Stearothermophilus в соответствии с методикой, утвержденной МЗ РФ.

Оперативный контроль паровой стерилизации проводят химическими индика-торами интегрированного действия (термо-временными).

Индикаторы плавления (тиомочевина, бензойная кислота и др.), которые все еще используются в некоторых ЛПУ, не являются индикаторами стерильности, поскольку регистрируют только температуру, но не учитывают стерилизационную выдержку (время стерилизации).

Индикаторы фирмы «Винар» ИС-120 и ИС-132, также, как и в воз-душном стерилизаторе, изменяют окраску до учета эталона только при воздействии на них температуры стерилизации в течение всей стерилизационной выдержки.

При каждом цикле полоски индикатора закладываются в контрольные точки сте-рилизатора. Если окраска индикатора в какой-нибудь точке светлее эталона, все из-делия считаются нестерильными.

Источник: https://vuzlit.ru/828921/kontrol_kachestva_effektivnost_sterilizatsii

Химическая стерилизация

Химическая стерилизация наиболее проблематичный и трудоемкий способ стерилизации материала. Используется только тогда, когда другие способы применить не возможно. В основном химическая стерилизация используется для обработки аппаратов с тонковолокнистой оптикой (эндоскопическое оборудование, гортанные клинки и т.д.).

Требования к условиям проведения химической стерилизации:

• Отдельное помещение с отделкой, позволяющей проводить влажные дезинфекционные работы: кафельное покрытие стен на всю высоту, плиточное покрытие пола, влагоустойчивое покрытие потолка.
• Бактерицидное облучение проводится по режиму для помещений с асептическим режимом.
• Наличие 2 раковин (для рук, для оборудования).
• Наличие не менее 3 столов (разделение потоков технологического процесса).
• Все емкости и дополнительные инструменты (шприцы, пинцеты, корнцанги) должны быть стерильными и использоваться только на одну обрабатываемую партию. Емкости используют из стекла, металлов, термостойких пластмасс, выдерживающих автоклавирование.
• Персонал должен использовать стерильную спецодежду и средства защиты.

Для проведения химической стерилизации в кабинет доставляют инструментарий, прошедший дезинфекцию, предстерилизационную очистку, в сухом виде. Инструменты и аппараты погружают в емкость с химическим стерилянтом. Стерилизацию проводят при полном погружении. Свободно раскладывая инструменты, заполняя каналы раствором с помощью шприца.

При большой длине изделия их укладывают в емкость по спирали. Разъемные изделия стерилизуют в разобранном виде. По истечении времени экспозиции изделия вынимают из емкости с помощью стерильных пинцетов, сливая остатки стерилянта, и переносят в емкость со стерильной дистиллированной водой.

Каналы и емкости промывают стерильной водой с помощью шприца так, чтобы промывные воды не попадали в емкость со стерильной водой. Затем каналы заполняют стерильной водой и изделие оставляют в воде на 10-15 минут (время отмывки определяется методическими указаниями к препарату). По истечении времени процесс полностью повторяют в следующей емкости.

В каждой емкости работают отдельными шприцами и пинцетами. Затем, изделия выкладывают на отдельный стол в стерильную простыню. Канальные и длинные инструменты целесообразно просушивать с помощью стерильного спирта (промывание, протирание). В фармакопее существует пропись приготовления этилового спирта на стерильной воде в асептических условиях.

По окончании просушки стерильные изделия упаковывают в стерильный бикс, выложенный стерильной простыней или в 2-хслойную бязевую упаковку.

Сроки хранения материала, прошедшего химическую стерилизацию, составляет не более 3 суток от момента стерилизации упаковки.

Контроль качества стерилизации:

• Визуальный контроль. Проверяют правильность использования упаковочных материалов, уровень загрузки упаковок и стерилизационных камер, обоснованность выбранного метода стерилизации.
• Физический контроль. Оценивают показатели контрольно-измерительных приборов стерилизующей аппаратуры: максимальных термометров, монометров и уровень отклонения от нормативов. Вне упаковочного размещения и тест-индикаторы внутри упаковочного размещения.
• Химический контроль. Осуществляют с помощью химических тест-индикаторов. На сегодняшний день необходимо испольозовать тест-индикаторы 4 поколения, которые позволяют контролировать все параметры стерилизации (давление, температура, время). Различают тест-индикаторы для контроля вне упаковки и внутри упаковки.

Следует помнить, что внутренние и внешние тест-индикаторы должны использоваться строго по назначению.

Внутренние индикаторы размещаются внутри упаковки на 3 уровнях при однородной укладке (при смешанной закладке – в каждый вид стерилизуемого материала помещают дополнительный тест).

Внутренние тест-индикаторы позволяют контролировать параметры стерилизации внутри упаковки. Внешние тест-индикаторы контролируют параметры стерилизации внутри стерилизационной камеры и размещаются в определенных точках камеры.

Тест-индикаторы оцениваются непосредственно после окончания стерилизации(внешние тест-индикаторы) и после вскрытия упаковки (внутренние тест-индикаторы).

Оцениваются все тест-индикаторы. При наличии одного тест-индикатора не соответствующего эталону материал считается не стерильным, и использоваться не может.

Правила закладки тест-индикаторов в стерилизационные упаковки:

• в однородных укладках тест-индикаторы закладываются на три уровня (вниз-середина-верх);
• в комбинированных укладках тест-индикаторы закладывают на три уровня (низ-середина-верх) и дополнительно в середину каждого вида материала;
• в мягкие укладки малого объема допустимо закладывать одни тест-индикатор в середину укладки.

Тест-индикаторы хранятся все время работы укладки.

Ежеквартально проводят контроль работы стерилизационной паровой камеры с помощью стандартного модуля – параллепипед из 17 простыней размером: 300-300-900мм – «куклы».

«Кукла» — 9 внутренних тест-индикаторов. Которые закладывают по середине 17 простыней (между 8 и 9 простынями). Простыни заворачивают в двухслойную простыню и проводят полный цикл стерилизации в автоклаве.

Бактериологический контроль. С целью оценки эффективности стерилизации проводят бактериологические исследования с помощью биотестов и исследования смывов на стерильность.

Смывы на стерильность забирают с инструментов непосредственно после отработки режима стерилизации и с инструментов, подготовленных к работе (со стерильного стола или лотка). Забор смывов осуществляет медсестра непосредственно участвующая в работе со стерильным материалом.

Кратность исследований определяется требованиями приказа МЗ СССР №254 «О развитии дезинфекционного дела в стране». Для операционного блока, отделений реанимации исследования на качество стерилизации проводится 1 раз в 10 дней, для остальных режимных кабинетов – 1раз в месяц.

Контроль стерилизации с помощью биотестов проводится в рамках производственного контроля – ежеквартально. После ремонта стерилизующей аппаратуры контроль биотестами обязателен.

Материалы Второго научного симпозиума по значению биологических индикаторов для контроля стерилизации, состоявшегося в Москве 09 декабря 1998 г.

М.И. Леви, Ю.Г. Сучков, В.Я. Бессонова, Ю.С. Зуева, В.Г. Слизкова, М.М. Лившиц, Н.Н. Панкова, Г.И. Рубан, С.М. Савенко, А.П. Митюков, И.И. Корнев, А.И. Воронков
Испытательный лабораторный центр МГЦД, КБ УД Президента РФ,
Московская медицинская академия им. Сеченова, ЦКБ МЦ УД Президента РФ

Для расчета среднего значения числа жизнеспособных спор, приходящихся на один биологический индикатор, целесообразно воспользоваться распределением Пуассона. Линейный характер зависимости логарифма числа жизнеспособных клеток от времени стерилизации не подтверждается результатами экспериментов. Использование в экспериментах по контролю стерилизации значительного числа биологических индикаторов, высокоинформативной питательной среды и длительных сроков культивирования биологических индикаторов позволило обнаруживать в них жизнеспособные споры после стерилизации чаще, чем обычно и практически при всех употребляющихся в практике режимах. Высевы содержимого биологических индикаторов после стерилизации на плотную питательную среду подтвердили соответствие распределения чашек Петри по числу выросших колоний распределению Пуассона, а это означает случайное и изолированное распределение жизнеспособных спор в биологических индикаторах. В некоторых экспериментах число биологических индикаторов с жизнеспособными спорами после относительно длительных сроков стерилизации превышало число таковых после коротких сроков стерилизации, что не находило себе объяснения в рамках принятых представлений о стерилизации. Мы предположили, что стерилизация представляет собой затухающий волнообразный автоколебательный процесс, это и составляет сущность зависимости логарифма числа жизнеспособных спор в биологических индикаторах от времени стерилизации.
Контроль стерилизаторов, эксплуатируемых в лечебных учреждениях Москвы, показал, что во всех случаях остаются биологические индикаторы, содержавшие жизнеспособные споры после стерилизации. Рекомендованная в стандартах вероятность неудовлетворительных результатов анализа биологических индикаторов (10 -6) значительно меньше той, которая достигнута в наших исследованиях.
Экспериментальная паровая стерилизация отрезков трубочек из синтетических материалов после предстерилизационной очистки сопровождалась неблагоприятными результатами, аналогичными тем, которые были получены с биологическими индикаторами.
Число жизнеспособных спор в биологическом индикаторе после стерилизации является вероятностной величиной, а их обнаружение зависит от числа индикаторов в стерилизационной камере, качества питательной среды и длительности культивирования при подходящей температуре.

Адекватным инструментом оценки эффективности стерилизации являются биологические индикаторы, которые в значительной мере имитируют обсемененные микроорганизмами медицинские изделия, подвергающиеся стерилизации. Последняя избыточна в том смысле, что она рассчитана на уничтожение такого количества микробов, которые обычно на изделиях не обнаруживают, но которые в принципе хоть и в редких случаях исключить нельзя . Поэтому биологические индикаторы содержат устойчивые к стерилизующему агенту споры в количестве на 2-3 порядка выше того количества, которое обычно встречается на стерилизуемых изделиях . Такой подход диктуется массовым применением стерилизации в медицинской практике и необходимостью исключения риска заражения больных и здоровых за счет неэффективной стерилизации.

В связи с тем, что большинство исследователей придерживается убеждения, что логарифм числа микроорганизмов в биологическом индикаторе или на медицинских изделиях является линейной функцией времени стерилизации, то временные рамки могут быть рассчитаны с достаточной определенностью . К настоящему времени в практике применяются несколько видов стерилизации — паровая, горячевоздушная, газовая, радиационная, лучевая и некоторые другие. Известны крупные производители стерилизационной аппаратуры — «МММ», «Луки», «Джонсон и Джонсон» и др.

Мы задались целью определить оптимальные условия для применения биологических индикаторов в процессе стерилизации. Основным объектом исследований явились биологические индикаторы для оценки паровой стерилизации. Биологические индикаторы готовились и оценивались в нашей лаборатории в соответствии с принятыми нормами . Методические особенности настоящего исследования описаны в ходе изложения полученных результатов.

Всякий раз, когда готовится очередная партия спор Bacillus stearothermophilus для биологических индикаторов, контролирующих паровую стерилизацию, испытывают их термоустойчивость. Требуется, чтобы готовые биологические индикаторы (примерно 10 6 спор в индикаторе) содержали жизнеспособные споры после 5-минутной паровой стерилизации при 120-121 о С, но после 15 минутной стерилизации при указанных условиях таковых не содержали. Производственные серии биологических индикаторов, которые выпускает наше учреждение, отвечают этим требованиям. Наш опыт охватывает уже свыше 70 производственных серий спор В. stearothermophilus, из которых были изготовлены миллионы биологических индикаторов. Каждую серию биологических индикаторов неоднократно проверяли на термоустойчивость, в связи с чем накопился изрядный материал. Мы смогли убедиться в том, что к 15 минутам пребывания в автоклаве при 121 о С обычно жизнеспособные споры в биологических индикаторах не обнаруживаются, однако в редких случаях из 10 индикаторов (как правило, такое число индикаторов брали на одну экспозицию) 1 или 2 теста содержали живые споры.

В международных стандартах рекомендуется для определения числа спор в биологических индикаторах после разных экспозиций при 120-121 о С производить высевы содержимого индикаторов на плотную питательную среду, а затем культивировать в термостате и подсчитывать число колоний. Такую методику рекомендуют для тех экспозиций, где предполагается обнаружить число колониеобразующих единиц (КОЕ) больше 50 и меньше 1000 .

Для тех экспозиций, при которых предполагается среднее число спор в биологическом индикаторе менее 1 (то есть не в каждом индикаторе будут обнаружены жизнеспособные споры), рекомендовано использовать для подсчетов распределение редких и случайных событий — распределение Пуассона .

Ниже приведен способ применения распределения Пуассона для указанных целей.
Р х = e -m * m x /x!
где Р х — доля биологических индикаторов с конкретным числом жизнеспособных спор х;
х — конкретное число спор в индикаторе;
х! — произведение целых чисел в последовательности х (х-1) (х-2)…[х-(х-1)];
m — среднее число спор в группе биологических индикаторов;
е — экспонента.

Если некоторое число биологических индикаторов не содержит жизнеспособных спор (х = 0), тогда
P 0 = k/n,
где k — число биологических индикаторов, не содержащих живые споры;
n — число биологических индикаторов в группе.

Прологарифмируем приведенное уравнение распределения Пуассона:
ln Р х = ln (e -m * m x /x!).

Учитывая, что 0! = 1, а m 0 = 1, то (ln k — ln n) = -m; m = ln n — ln k.

Иными словами, среднее число спор на один биологический индикатор в группе равно разности натуральных логарифмов числа всех биологических индикаторов и числа биологических индикаторов без живых спор. Справедливость приведенного способа определения среднего числа спор на один биологический индикатор подтверждается высевами на агар (рис. 8).

Рис. 8. Результаты испытания биологических индикаторов со спорами, высушенными на хроматографической бумаге (10 6 спора биологическом индикаторе, паровая стерилизация 121 о С — 45 мин., индикатор типа Attest). По оси ординат — число биологических индикаторов. Левый столбик — результаты испытаний для обычных биологических индикаторов, правый — для биологических индикаторов с новой питательной средой. Заштрихованная часть столбиков — число биологических индикаторов с жизнеспособными спорами.

Приводим пример расчетов. В стерилизационную камеру поместили 20 биологических индикаторов, а после экспозиции в каждый биологический индикатор прилили цветную питательную среду (используемые в нашей лаборатории серии питательной среды реагировали изменением цвета на присутствие единичных живых спор в биологическом индикаторе при культивировании в термостате при 55 o С) . Из 20 использованных в примере биологических индикаторов изменение сиреневого цвета питательной среды на желтый отмечено в 14, а в 6 индикаторах цвет среды остался прежним после культивирования в термостате. Отсюда m = (ln 20 — ln 6) = 2,996 — 1,792 = 1,204. Теперь если мы хотим включить эту величину m в систему координат десятичного логарифма числа спор в биологических индикаторах и времени необходимо взять lg m = lg 1,204 = 0,081.

При многочисленных определениях термоустойчивости спор изредка наблюдалось такое явление, когда 1-2 биологических индикатора из 10 содержали жизнеспособные споры после 15-минутного автоклавирования. В некоторых экспериментах мы расширили набор экспозиций, включив экспозиции в 20, 25, 30 и 35 мин. автоклавирования. В некоторых, хотя и редких случаях, мы отмечали существование живых спор в биологических индикаторах и после относительно длительных экспозиций автоклавирования. Трактовка подобных неожиданных результатов как случайных не могла быть признана правомочной, так как не имела объяснений. Наиболее правдоподобным выглядело предположение о существовании в популяции спор термоустойчивых особей, которые поэтому остаются жизнеспособными после длительных экспозиций. Однако это предположение не подтвердилось, так как потомство спор из пожелтевших биологических индикаторов после 20-40 — минутного автоклавирования обладали термоустойчивостью того же уровня, что и исходная взвесь спор .

К описанной проблеме прибавилась и другая, связанная с сомнениями в линейной зависимости логарифма числа спор в биологическом индикаторе от времени стерилизации . Складывалось впечатление, что если и наблюдается линейная зависимость, то она проявляется лишь на отдельных участках графика. Что касается сроков изменения окраски питательной среды в биологических индикаторах после автоклавирования, то в практической деятельности они ограничивались 48 часами (такой срок рекомендован в инструкциях, имеющих хождение в России, США и европейских странах, хотя еще 10 лет тому назад, когда не использовались цветные среды, наблюдение за появлением мутности в питательном бульоне длилось не менее 7 дней). Однако в наших экспериментах было замечено, что изменение цвета питательной среды при культивировании в термостате наступает не только в первые 48 час., но и в последующие дни, особенно в тех биологических индикаторах, которые относительно долго пребывали в стерилизационной камере.

Если в прежние годы мы использовали в качестве носителя спор инсулиновые флаконы, то в последнее время перешли на пробирки Эппендорфа из полипропилена емкостью 1,5 мл . Эта емкость оказалась гораздо удобнее в качестве носителя спор, чем инсулиновые флаконы.

Учитывая все вышесказанное, мы решили применить в настоящем исследовании биологические индикаторы, приготовленные следующим образом. Взвесь спор, которую мы использовали для изготовления производственных серий биологических индикаторов, разводили дистиллированной водой таким образом, чтобы в 0,02 мл оказалось нужное число спор, которое и вносилось в каждую пробирку Эппендорфа. Затем биологические индикаторы оставляли на 24 час. при 37 о С для высушивания спор, после чего биологический индикатор (пробирку Эппендорфа оставляли открытой) помещали в специальный пакет фирмы Wipack medical, снабженный бумажным ранним индикатором процесса стерилизации. После автоклавирования в каждый индикатор приливали 0,5 мл цветной питательной среды и помещали в термостат при 55 о С на 7 дней с ежедневной регистрацией изменения цвета питательной среды на желтый. Если это случалось, то признавали существование жизнеспособных спор на момент окончания времени автоклавирования.

Легко убедиться в том, что число биологических индикаторов, в которых удавалось обнаружить жизнеспособные споры, зависело от исходного числа индикаторов, помещенных в стерилизационную камеру. Если биологические индикаторы имитируют обсемененные микроорганизмами медицинские изделия, то мы вправе заподозрить, что доля биологических индикаторов с жизнеспособными спорами после стерилизации может соответствовать доле оставшихся нестерильными медицинских изделий. В этом и есть смысл применения контроля стерилизации с помощью биологических индикаторов. Но их число не может быть увеличено до больших чисел, во всяком случае до числа стерилизуемых медицинских изделий. При принятых в России нормах в относительно небольших автоклавах размещают по 5 биологических индикаторов, а в больших — до 13 . Нам представляется, что обозначенного числа биологических индикаторов для изучения пороков стерилизации явно недостаточно, поэтому в представленных ниже экспериментах для контроля стерилизации использовали гораздо большее число индикаторов.

Итак, в наших экспериментах использовали не только большее, чем обычно число биологических индикаторов, но и дольше наблюдали их после стерилизации во время культивирования в термостате. Наконец, мы использовали не только то число спор в индикаторе, которое рекомендовано в стандартах (10 6 спор), но и несколько меньшее (10 5), и несколько большее (10 7). В стерилизационную камеру автоклава в большинстве случаев кроме биологических индикаторов ничего не помещали, чтобы избежать упреков в избыточном заполнении камеры.

Данные, представленные на рис. 1, свидетельствуют о том, что единичные индикаторы содержали жизнеспособные споры даже после 120-минутного автоклавирования (само собой разумеется, что при использовании 5 или 10 биологических индикаторов этот факт не был бы «замечен»). В данном опыте использовали споры двух штаммов В. stearothermophilus — ВКМ-718 (производственный штамм, применяющийся не только в России, но и в других странах, а также недавно выделенный штамм КК , обладающий повышенной термоустойчивостью). Неожиданным оказалось то обстоятельство, что иногда индикаторы с жизнеспособными спорами встречались после 45 или 60 мин. автоклавирования не реже, чем после 30-минутной стерилизации.

Рис. 1. Влияние стерилизации паром в автоклаве ВК-75 (121 o С без вакуума в стерилизационной камере) на жизнеспособность спор В. stearothermophilus (штаммы ВК-718 и КК). По оси ординат — число биологических индикаторов на каждую экспозицию (25 биологических индикаторов), по оси абсцисс — время стерилизации (мин.). Закрашенная часть столбиков — число биологических индикаторов с жизнеспособными спорами.

Расхождение полученных данных с ожидаемыми заставило нас разработать новую питательную среду, возможности которой в проявлении жизнеспособных спор в биологических индикаторах, прошедших стерилизацию, были гораздо выше, чем у прежней питательной среды.

Наряду с прежней питательной средой испытали две новых рецептуры, причем одна из них оказалась весьма информативной (рис. 2).


Рис. 2. Влияние питательной среды на проявление жизнеспособности спор В. stearothermophilus в биологических индикаторах (носители — инсулиновые флаконы или пробирки Эппендорфа) после стерилизации паром (121 o С — 45 мин.). n — число биологических индикаторов в каждой экспозиции, закрашенная часть столбиков — число биологических индикаторов с жизнеспособными спорами. А — эксперименты с производственной серией 71, число спор в биологическом индикаторе 3,4*10 5 , Б — эксперименты с производственной серией 69, число спор в биологическом индикаторе 10 6 . Номерами 1, 2, 3 обозначены пробы с разными питательными средами.

Таким образом, наряду с повышенным числом биологических индикаторов, удлинением сроков наблюдения за культивируемыми в термостате индикаторами, использовали не только принятую питательную среду, но и новую среду, которая оказалась более информативной, чем прежняя. Не лишне упомянуть, что в один пакет помещали три биологических индикатора с разным числом спор, пакеты размещали в стерилизационной камере случайным образом, после стерилизации биологические индикаторы одновременно заливали одной и той же серией питательной среды и оставляли в одном и том же термостате. Если употребляли прежнюю и новую питательные среды, то число пакетов удваивалось.

Если в прежних опытах автоклавировали биологические индикаторы при 121 o С в течение 45 мин., то в опыте, представленном на рис. 3, биологические индикаторы стерилизовали паром при температуре 132 o С (оба режима осуществляли в автоклаве отечественного производства — ВК-75).

Рис. 3. Влияние стерилизации паром при 132 o С на биологические индикаторы в зависимости от исходного числа спор в них (10 5 , 10 6 и 10 7 и времени автоклавирования биологических индикаторов (5, 10, 20, 40 и 60 мин.). По оси ординат — число биологических индикаторов в опыте. В каждой паре столбцов слева — результаты определения числа биологических индикаторов с жизнеспособными спорами при их культивировании в обычной питательной среде, справа — число биологических индикаторов с жизнеспособными спорами при их культивировании в новой питательной среде. Закрашенная часть столбика — число биологических индикаторов с жизнеспособными спорами.

В представленных на рис. 3 данных употребляли различные экспозиции, в числе их и ту (20 мин.), которая рекомендована в соответствующем режиме. Можно отметить, что с помощью новой питательной среды, а иногда даже и с применением прежней, удалось обнаружить жизнеспособные споры в биологических индикаторах после автоклавирования в течение 20-60 мин. Более того, складывается впечатление, что время автоклавирования в указанных на рис. 3 пределах, не очень заметно сказалось на доле биологических индикаторов с жизнеспособными спорами.

Полученные результаты анализа биологических индикаторов после стерилизации побудили нас охарактеризовать те режимы паровой стерилизации, которые приняты в России (рис. 4). Первые два режима осуществлены в аппарате ВК-75, а третий и четвертый — в аппарате фирмы «МММ» (Германия). Само собой разумеется, что все стерилизационные аппараты, использованные в наших исследованиях, находились в полной технической исправности.

Рис. 4. Влияние питательной среды на результаты бактериологического контроля стерилизации. По оси ординат — число биологических индикаторов в опыте. Над каждой парой столбиков указано исходное число спор в биологических индикаторах. В каждой паре столбцов слева — результаты определения числа биологических индикаторов с жизнеспособными спорами при их культивировании в обычной питательной среде, справа — число биологических индикаторов с жизнеспособными спорами при их культивировании в новой питательной среде. Закрашенная часть столбика — число биологических индикаторов с жизнеспособными спорами. Режимы стерилизации приведены над столбиками.

Легко заметить, что ни один из испытанных режимов стерилизации не сопровождался полным освобождением биологических индикаторов от жизнеспособных спор В. stearothermophilus, особенно при употреблении новой питательной среды. Нужно отметить, что процент биологических индикаторов с жизнеспособными спорами несколько увеличивается, если наблюдение за цветом прежней питательной среды в термостате вести не 48 час., а 72 час. (рис. 5, по данным рис. 1 для штамма ВКМ-718).

Рис. 5. Динамика пророста биологических индикаторов (10 5 , 10 6 , 10 7 спор в биологических индикаторах) после автоклавирования при 121 o С в течение 30, 45, 60, 90 и 120 мин. На каждую пробу брали 25 биологических индикаторов. Учет пророста биологических индикаторов вели через 18, 24, 48 и 72 часа их культивирования при 55 o С. Столбики указывают число биологических индикаторов с жизнеспособными спорами на данный срок учета результатов.

Применение новой питательной среды явно ускоряет после стерилизации появление максимального числа биологических индикаторов с жизнеспособными спорами при культивировании в термостате при 55 o С (рис. 6).

Рис. 6. Динамика пророста биологических индикаторов (по 10 5 или 10 6 спор в биологических индикаторах) после автоклавирования (121 o С, 45 мин.). На каждую пробу брали 20 биологических индикаторов. Учет пророста вели через 18, 24, 48 или 120 час. культивирования при 55 o С в разных питательных средах.

Оказалось, что и газовая стерилизация с помощью формальдегида (аппарат фирмы «МММ», Германия) не освобождает биологические индикаторы от жизнеспособных спор В. stearothermophilus (рис. 7.)

Стерилизация формальдегидом 75 o С — 10 мин.




Рис. 7. Влияние питательной среды на результаты бактериологического контроля стерилизации. Обозначения в верхней части рисунка — те же, что и на рис. 4. В нижней части рисунка представлена динамика пророста биологических индикаторов. Под столбиками — время культивирования в сутках. Обозначения — те же, что и на рис. 5.

Тем не менее результаты стерилизации формальдегидом, по крайней мере при использовании прежней питательной среды, выглядят несколько лучше, чем результаты контроля паровой стерилизации.

В наших опытах споры в биологических индикаторах высушивались непосредственно в пробирках Эппендорфа, в то время как в американских биологических индикаторах (Attest) фирмы «3М» споры высушивались на полосках бумаги и в таком виде вносились в пластмассовые емкости, которые снабжены ампулой с цветной питательной средой. После стерилизации ампулу разбивают простым нажатием на корпус индикатора, питательная среда изливается на бумагу с высушенными спорами, а затем при культивировании в термостате удается зафиксировать жизнеспособные споры, если цвет среды меняется на желтый . Мы изготовили некоторое подобие индикатора Attest и проявили их с прежней и новой питательными средами. Оказалось, что применение новой питательной среды заметно улучшило результаты биологического индикатора, аналогичного Attest.

Итак, в наших экспериментах мы, как правило, вносили 120 биологических индикаторов (каждый пакет с биологическими индикаторами занимал объем около 0,1 л) с разной исходной концентрацией спор. Половину индикаторов исследовали с прежней питательной средой, а другую половину — с новой. В большинстве случаев те биологические индикаторы, которые исследовали с помощью новой питательной среды, после автоклавирования вначале заполнялись небольшим объемом жидкости. Половина этого объема использовалась для засева на питательный агар, а к остальной части добавляли питательную среду. Культивирование осуществляли в термостате при 55 o С. Выросшие колонии подсчитывали.

Эти наблюдения послужили основанием для сопоставления распределения чашек Петри с агаром по числу выросших колоний с теоретическим распределением Пуассона (наличие чашек без выросших колоний позволяло исчислить среднее значение числа колоний на одну чашку, а затем по таблицам определить теоретическое распределение и сопоставить его с наблюдаемым в эксперименте). Мы исходили из положения о том, что сумма пуассоновских распределений есть тоже пуассоновское распределение; в подсчеты включали данные по всем трем группам биологических индикаторов (10 5 , 10 6 , 10 7). Поэтому в каждой группе оказалось 60 чашек Петри.

Из данных, представленных на рис. 9., следует, что при всех изученных режимах распределение чашек Петри по числу выросших колоний соответствовало распределению Пуассона. А это, в свою очередь, говорит о том, что оставшиеся после стерилизации жизнеспособные споры представляли собой отдельные независимые друг от друга сущности. Исключение составили данные по режиму паровой стерилизации 121 o С — 45 мин., где теоретическая кривая существенно отклонялась от полученной в эксперименте. В этом последнем случае приходится признать, что указанные расхождения связаны с образованием комочков или глыбок спор в биологическом индикаторе, которые распадаются на отдельные споры при рассеве содержимого на поверхности агара. Так или иначе, но не возникает сомнения, что после стерилизации жизнеспособными в биологических индикаторах остаются единичные споры, в то время как подавляющая масса спор погибает. По крайней мере такая картина вырисовывается при избранном числе биологических индикаторов, помещенных в стерилизационную камеру.

Рис. 9. Соответствие фактических материалов (число колоний на агаре) при разных режимах паровой и газовой стерилизации распределению редких и случайных событий. По оси ординат — общее число биологических индикаторов стерилизации (суммирование результатов для трех групп биологических индикаторов с 10 5 , 10 6 и 10 7 спорами). По оси абсцисс — число КОЕ (колониеобразующих единиц), выросших на агаре после посева материала биологических индикаторов. Сплошная линия — фактические данные, прерывистая линия — расчетная линия в соответствии с распределением случайных и редких событий (отсутствие на графике прерывистой линии указывает на совпадение расчетных и экспериментальных данных).

Одним из поражающих воображение парадоксов является существенное отклонение экспериментальных данных от линейной зависимости логарифма числа спор в биологических индикаторах от времени стерилизации. Совершенно не соответствовали сложившимся представлениям данные об обнаружении жизнеспособных спор в более поздние от начала стерилизации сроки. И уж совсем не укладывались в сознание данные о более частом обнаружении жизнеспособных спор в более поздние сроки, чем в ранние, что отмечалось в некоторых экспериментах. Случалось даже такое, когда при 15-минутной экспозиции споры в биологических индикаторах нежизнеспособны, а после 45-минутной экспозиции в том же опыте обнаруживаются хоть и единичные, но жизнеспособные споры.

В настоящей работе мы представляем свою интерпретацию процесса гибели спор при стерилизации. Приводимое здесь предположение не имеет пока достаточных доказательств, однако объясняет упомянутый выше парадокс.

Мы предполагаем, что зависимость логарифма числа спор в биологических индикаторах от времени стерилизации носит не линейный, а волнообразный характер. По данным рис. 1 мы дали свою интерпретацию зависимости логарифма числа спор от времени стерилизации, воспользовавшись теми средними величинами числа спор в биологических индикаторах, которые были исчислены с помощью распределения Пуассона (рис. 11, 12). Но вначале мы представляем зависимость зоны определения средних величин от числа биологических индикаторов (рис. 10).

Рис. 10. Область применения распределения Пуассона для определения средних значений (m) при различном числе биологических индикаторов в группе (числа в середине рисунка).

Рис. 11. Влияние стерилизации паром в автоклаве ВК-75 (121 o С без вакуума в стерилизационной камере) на жизнеспособность спор В. stearothermophilus, штамм ВК-718. Волнообразные кривые — интерпретация фактических данных. По оси ординат — десятичный логарифм средней концентрации спор в биологическом индикаторе, по оси абсцисс — время стерилизации (мин.). Горизонтальные прямые ограничивают область применения распределения Пуассона для определения средних значений.

Рис. 12. Влияние стерилизации паром в автоклаве ВК-75 (121 o С без вакуума в стерилизационной камере) на жизнеспособность спор В. stearothermophilus, штамм КК. Волнообразные кривые — интерпретация фактических данных. По оси ординат — десятичный логарифм средней концентрации спор в биологическом индикаторе, по оси абсцисс — время стерилизации (мин.). Горизонтальные прямые ограничивают область применения распределения Пуассона для определения средних значений.

Для определения средней величины необходимо иметь биологические индикаторы без жизнеспособных спор, а для обозначения границ зоны значений средних нужно, чтобы хотя бы один биологический индикатор содержал жизнеспособные споры, или, напротив, чтобы хотя бы один биологический индикатор оказался без жизнеспособных спор. Из сопоставления различных зон можно заключить, что с увеличением числа биологических индикаторов в наибольшей мере увеличиваются возможности нижней зоны, в то время как верхняя ее часть расширяется незначительно. Распределение Пуассона табулировано, а использование вышесказанного позволяет рассчитать необходимое число биологических индикаторов, которое позволяет надеяться на обнаружение гораздо большего числа жизнеспособных спор после стерилизации.

Представление фактических данных с помощью волнообразных кривых позволяет понять, почему в некоторых экспериментах столь причудливо выстраиваются на графиках биологические индикаторы с жизнеспособными спорами. Ведь выбор точек на оси времени носит случайный характер, не связанный с закономерностями гибели спор, не учитывающий предполагаемый волнообразный характер. Более того, вполне может случиться, что нижняя. часть волны в районе 15 мин. может оказаться за пределами возможности обнаружения в биологических индикаторах (при избранном их количестве) жизнеспособных спор, в то время как при более длительной экспозиции выбор временной точки совпал с верхней частью волны и позволил обнаружить биологические индикаторы с жизнеспособными спорами.

Мы полагаем, что зависимость между логарифмом числа спор в биологическом индикаторе от времени стерилизации отражает затухающий волнообразный автоколебательный процесс, связанный с тем, что не только споры, но и окружающие их условия определяют результат стерилизации.

В нижеследующей таблице собраны результаты контроля различных видов стерилизации с помощью биологических индикаторов в аппаратах, используемых в практических лечебных учреждениях по тем режимам, которые предусмотрены существующими стандартами. Мы использовали полный цикл стерилизации, значительное число биологических индикаторов, длительное их культивирование после стерилизации, прежнюю и новую питательные среды.

Сводная таблица результатов биологического контроля стерилизации

Примечание: *) — Для контроля применили биологические индикаторы Biosign фирмы Castle, содержащие фирменную питательную среду.
**) — Накануне испытаний поставлена новая стерилизационная камера.

Самым общим признаком результатов контроля стерилизации является то, что не удалось убедиться в стерильности всех биологических индикаторов по окончании времени стерилизации. Таким образом, этот важнейший контроль свидетельствует о неэффективности в принятом смысле стерилизации, причем наиболее надежной паровой стерилизации. Так как доза 10 7 спор в биологическом индикаторе может быть признана чрезмерно высокой, то целесообразно рассмотреть отдельно результаты контроля стерилизации биологическими индикаторами, содержавшими 10 5 и 10 6 спор. При использовании новой питательной среды какая-то часть биологических индикаторов после стерилизации во всех случаях содержала жизнеспособные споры. Если же использовали прежнюю питательную среду, то в трех случаях при контроле аппарата ВК-75 (30%) биологические индикаторы не содержали жизнеспособных спор. Чаще подобные результаты отмечены при контроле аппаратов зарубежного производства и это может служить некоторым указанием на качественное превосходство над российскими автоклавами.

Причины сложившейся ситуации неясны, как и возможные предложения по совершенствованию стерилизации. Что касается применения бумажных индикаторов стерилизации, то вряд ли следует рассчитывать на большее, нежели контроль состояния некоторых технических характеристик стерилизационного аппарата, особенно вначале процесса. Полное доверие показаниям бумажных индикаторов может способствовать ложному заключению об эффективной стерилизации.

До сих пор речь шла о судьбе биологических индикаторов в процессе стерилизации, что может не во всех случаях отражать особенности реальной стерилизации медицинских изделий. Для стерилизации в качестве «медицинских изделий» брали отрезки трубочек из поливинилхлорида длиной в 1 см, после тщательной промывки их обсеменяли спорами В. stearothermophilus в объеме 0,02 мл, высушивали и подвергали предстерилизационной очистке кипячением в 2% растворе соды в течение 15 мин. . После отмывки в стерильной дистиллированной воде отрезки трубочек на следующий день стерилизовали в пакетах (121 o С — 45 мин.), после чего каждый отрезок помещали в стерильную пробирку Эппендорфа и заливали питательной средой. Культивирование отрезков проводили в термостате при 55 o С. Контрольные отрезки обсеменяли спорами, но не подвергали предстерилизационной обработке. Иными словами, в этом опыте подражали экспериментам с биологическими индикаторами.

Полученные результаты поражают своей неожиданностью — отрезки трубочек, обработанные раствором соды при 100 o С, оказались после стерилизации столь же обсемененными, что и не подвергавшиеся предварительной очистке, которая в настоящее время занимает важное место в методике стерилизации .

Рис. 13. Результаты стерилизации отрезков трубки из поливинилхлорида после их предстерилизационной очистки и без нее. В каждой паре столбиков слева — число отрезков трубки с жизнеспособными спорами при культивировании с обычной питательной средой, справа — с новой питательной средой. Цифры над столбиками — число спор В. stearothermophilus, нанесенных изначально на внутреннюю поверхность отрезков трубки.

В другом опыте отрезки трубочек из силиконовой резины размером в 1 см после тщательной промывки в дистиллированной воде обсеменяли спорами В. stearothermophilus, затем оставляли на 1 час при комнатной температуре. По окончании указанного времени опытные отрезки на 30 мин. погружали в 0,2% раствор дезинфицирующего средства «Септабик» , отрезки тщательно промывали в дистиллированной воде, просушивали на фильтровальной бумаге. Контрольные отрезки обсеменяли спорами, но не обрабатывали средством «Септабик». На следующий день все отрезки закладывали в пакеты и стерилизовали в автоклаве (121 o С — 45 мин.), после чего каждый отрезок помещали в пробирку Эппендорфа, заливали питательной средой и культивировали при 55 o С.

В опыте (рис. 14) результаты испытаний были несколько лучше, чем в предыдущем, так как наблюдалась все же разница в доле проросших опытных и контрольных отрезков трубочек из силиконовой резины, однако эти различия не были впечатляющими. Во всяком случае даже после предстерилизационной очистки стерилизация макетов медицинских изделий оказалась неэффективной. И это несмотря на то, что обрабатывать небольшие отрезки трубочек гораздо легче, чем большие и сложные изделия, где возможные места обсеменения микроорганизмами менее доступны для дезинфицирующих растворов.

Рис. 14. Результаты стерилизации отрезков силиконовой трубки после их предстерилизационной очистки и без нее. В каждой паре столбиков слева — число отрезков трубки с жизнеспособными спорами при культивировании с обычной питательной средой, справа — с новой питательной средой. Числа над столбиками — число спор В. stearothermophilus, нанесенных изначально на внутреннюю поверхность отрезков трубки.

Ввиду необычности полученных результатов необходимо убедиться в том, что не были допущены технические погрешности. На протяжении всего времени исследований и помещениях и в ламинарном боксе расставлялись чашки с питательным агаром, но ни разу бактерии В. stearothermophilus иыделены не были, как и не были выделены из питательной среды и других использованных ингредиентов (в каждом опыте делали посевы питательной среды и дистиллированной воды на 10 агаровых чашек и 10 пробирок Эппендорфа с питательной средой, но безрезультатно). Предположение о том, что число бактерий в биологических индикаторах возрастает во время высушивания, не подтвердилось (известно, что В. stearothermophilus не размножается при 37 o С).

Таким образом полученные результаты являются неутешительными, но все же, по крайней мере, для некоторых авторов ожидаемыми. Из всей огромной массы литературы по термоинактивации споровых бактерий, в том числе фундаментальных исследований , ближе всех к нашей трактовке стоит монография Мунблитн, Тальрозе и Трофимова , которые экспериментов не ставили и пользовались лишь данными литературы. Эти авторы, придерживающиеся объяснения термоинактивации спор за счет термоповреждений жизненно важных белков и сублетальных повреждений мембраны, высказали опасения относительно эффективности стерилизации: «…стандартные условия теплового воздействия (120 o С, 30 мин.) в некоторых случаях не обеспечивают высокой надежности стерилизации», «…существует принципиальная опасность восстановления и размножения в организме человека микроорганизмов, которые были признаны погибшими». По нашим данным даже такие облигатные и непатогенные термофилы как В. stearothermophilus способны к ограниченному размножению при 37 o С, если к питательной среде добавить кровь человека.

Не только биологические индикаторы изредка содержали жизнеспособные споры после стерилизации, но и макеты обсемененных спорами медицинских изделий. Более того, предстерилизационная обработка макетов раствором кипящей соды или 0,2% раствора препарата «Септабик» не сопровождалась достаточным эффектом — стерилизация была неэффективной.

Теперь задача заключается в том, чтобы разработать новые методы, которые смогут гарантировать эффективность стерилизации. Наше представление о кинетике стерилизационного процесса позволили апробировать новые методические предложения, которые оказались перспективными, но требуют разносторонней проверки.

Выводы

1. Распределение редких и случайных событий позволяет рассчитывать среднее число спор на один биологический индикатор для условий, когда число жизнеспособных спор мало и встречаются они далеко не в каждом индикаторе.

2. Имеется достаточно оснований, чтобы усомниться в линейном характере зависимости между логарифмом числа спор в биологических индикаторах и временем от начала стерилизации. Жизнеспособные споры были обнаружены в биологических индикаторах даже через 1-2 часа пребывания в автоклаве при регламентированной температуре.

3. В экспериментах по контролю паровой стерилизации применяли значительное число биологических индикаторов, высокоэффективную цветную питательную среду и недельный срок культивирования в термостате, что в конечном итоге позволило обнаруживать жизнеспособные споры в биологических индикаторах после стерилизации чаще, чем обычно и практически при большинстве употребляющихся в практике режимах.

4. При высевах содержимого биологических индикаторов после стерилизации на плотную питательную среду в ряде случаев обнаруживались единичные колонии В. stearothermophilus, причем в большинстве случаев распределение агаровых чашек Петри по числу колоний в точности соответствовало распределению Пуассона, а это означало, что жизнеспособные споры не зависят друг от друга и расположены изолированно и случайно.

5. В некоторых экспериментах процент биологических индикаторов с жизнеспособными спорами после длительных сроков стерилизации превышал таковой после коротких сроков стерилизации, что не находило удовлетворительного объяснения. Мы предположили волнообразный характер зависимости логарифма числа жизнеспособных спор в биологических индикаторах от времени стерилизации.

6. Контроль стерилизаторов, установленных в практических лечебных учреждениях, показал, что во всех случаях та или иная часть биологических индикаторов содержала жизнеспособные споры после стерилизации, а вероятность неудовлетворительных результатов анализа индикаторов оказалась гораздо выше той, которая рекомендована в стандартах.

7. Экспериментальная паровая стерилизация отрезков трубочек из синтетических материалов, обсемененных спорами, после предстерилизационной очистки закончилась обнаружением жизнеспособных спор у более, чем половины экземпляров, т. е. результатами, аналогичными тем, которые были получены с биологическими индикаторами.

8. Число жизнеспособных спор в биологическом индикаторе после стерилизации является вероятностной величиной, а их обнаружение, кроме всего прочего, зависит от числа индикаторов в стерилизационной камере.

Литература

1. Абрамова И.М. Новые разработки в области стерилизации изделий медицинского назначения. Дезинфекционное дело, 1998, №3, с. 25.
2. Большев А.Н., Смирнов Н.В. Таблицы математической статистики. М., 1965.
3. Вашков В.И. Антимикробные средства и методы дезинфекции при инфекционных заболеваниях. М., 1977.
4. Гутерман Р.Л. Средства контроля термической стерилизации изделий медицинского назначения. Дисс. канд. мед. наук. М., 1993.
5. Кашнер Д. Жизнь микробов в экстремальных условиях. М., 1981.
6. Леви М.И., Бессонова В.Я., Лившиц М.М. Применение цветных питательных сред в процессе контроля стерилизации. Клиническая лабораторная диагностика, 1993, № 2, с. 65-67.
7. Леви М.И. Анализ неблагоприятных результатов паровой и воздушной стерилизации. Дезинфекционное дело, 1996, № 4, с. 58-63.
8. Леви М.И. Значение контроля стерилизации с помощью бумажных индикаторов и биотестов. Дезинфекционное дело, 1997, № 3, с. 24-28.
9. Леви М.И., Сучков Ю.Г., Рубан Г.И., Мищенко А.В. Новые формы бактериальных тестов для контроля разных режимов стерилизации. Там же, с. 29-33.
10. Леви М.И., Сучков Ю.Г., Лившиц М.М. Оптимизация биотестов для контроля паровой стерилизации. Дезинфекционное дело, 1998, № 2, с. 30-33.
11. Леви М.И. Численное определение величины D, стерилизационного времени и выбор контрольных биотестов. Там же, с. 34-42.
12. Методические указания по контролю паровых и воздушных стерилизаторов. Минздрав СССР, от 28.02.91 № 15/6-5.
13. Мунблит В.Я., Тальрозе В.Л., Трофимов В.И. Термоинактивация микроорганизмов. М., 1985.
14. Под ред. Озерецковского Н.А. и Останина Г.И. Бактерийные и вирусные лечебно-профилактические препараты. Аллергены. Дезинфекционно-стерилизационные режимы поликлиник. С.-Петербург, 1998.
15. Сучков Ю.Г., Леви М.И., Бессонова В.Я. Новый термофильный штамм для бактериологического контроля паровой стерилизации (сообщение 1), Дезинфекционное дело, 1996, № 3, с. 28-33.
16. Biological systems for testing sterilizers — Part 1: General requirements. European standard, Draft pr EN 866-1.1995.
17. Farrell J., Rose A.N. Temperature effect on microorganisms. In: «Thermobiology», p. 147-218. Acad. press, London-New-York, 1967.
18. Graham G.S. Biological indicators for hospital and industrial sterilization, p. 54-72. In: «Sterilization of medical product». Johnson and Johnson. Moscow, 1991.
19. Greene V.W. Principles and practice of disinfection, preservation and sterilization. Oxford, 1982.
20. International standard ISO/DIS 14161. Sterilization of health care products — guidence for the selection, use and interpretation of results. 1998.
21. McCormick P.J., Scoville J.R. — патент USA № 4.743.537, 1988 г.
22. Medical devices — Estimation of the population of microorganisms on product. Part 2 guidence, pr EN 1174-2.1994 г.
23. Russel A.D. The destruction of bacterial spores. Acad. press, London-New-York, 1982.
24. Russel A.D. Fundamental aspects of microbial resistance to chemical and physical agents. In: «Sterilization of medical product», v. V, p. 22-42. Johnson and Johnson, 1991.
25. Sussman A., Halvorson H. Spores, their dormancy and germinatiom. New-York-London, 1967.
26. Wicks J.H., Foltz W.E. Европейский патент № 0414.968 A1, 1991 г.
27. Журавлева В.И., Большедворская З.Ф. Оценка питательных сред для культивирования тест-микроорганизмов, используемых при контроле эффективности стерилизации в автоклавах. Лабораторное дело, 1988, № 11, с. 63-64.
28. Калинина Н.М., Шилова С.В., Мотина Г.Л., Чайковская С.М. Изучение термоустойчивости спор культуры Вас. stearothermophilus, используемой для приготовления биоиндикаторов. Антибиотики, 1982, № 2, с. 117-120.
29. Калинина Н.М., Мотина ГЛ., Чайковская С.М., Шилова С.В. Приготовление биоиндикаторов для контроля эффективности процессов стерилизации. Антибиотики, 1983, № 10, с. 600-603.

Отправить свою хорошую работу в базу знаний просто. Используйте форму, расположенную ниже

Студенты, аспиранты, молодые ученые, использующие базу знаний в своей учебе и работе, будут вам очень благодарны.

Размещено на http://www.allbest.ru/

Стерилизация (обеспложивание) - это полное уничтожение микроорганизмов на медицинских инструментах, а также их продуктов жизнедеятельности (токсинов). В медицинской практике стерилизации подвергаются лекарственные и диагностические препараты, вводимые в организм пациента; перевязочный материал; шприцы и инъекционные иглы; белье; предметы ухода за пациентами и др. Технологически процесс стерилизации состоит из следующих этапов:

Дезинфекция медицинского инструментария;

Предстерилизационная очистка (очистка материала от жира, механических загрязнений и др.) ;

Сборка, подготовка и размещение материала в контейнере или стерилизатора;

Собственно стерилизация;

Контроль за качеством стерилизации;

Хранение стерильных материалов.

В настоящее время в медицинских учреждениях применяется несколько методов стерилизации, отличающихся по стерилизующему агенту: воздушный метод (горячим сухим воздухом), паровой метод (стерилизация горячим насыщенным паром под давлением), химический метод (используется различные химические средства), газовый метод стерилизации, стерилизация гамма-излучением и др.

Наиболее распространен паровой метод стерилизации (автоклавирование). В автоклаве возможна стерилизация почти всех малогабаритных материалов. Для этого способа стерилизации характерны надежность, доступность, экономичность. В зависимости от вида стерилизуемых материалов температура пара в автоклаве устанавливается от 120 до 132? С, давление от - 1, 1 до 2, 2 атм, экспозиция (время) - 20-45 мин. Чувствительные к температуре материалы (изделия из резины) автоклавируются при более низких давлении и температуре, более устойчивые материалы (операционное белье, перевязочный материал) - при более высоких.

Для получения надежного стерилизующего эффекта материалы в биксах, бумажных и матерчатых пакетах необходимо размещать свободно, строго выдерживать регламент стерилизации. Хранить стерильный материал следует герметично упакованным в таких условиях, которые предупреждают повторное его обсеменение микроорганизмами.

Стерилизация сухим жаром в сухожаровых шкафах также высокоэффективна. Однако высокая температура (160-180? С) и более длительная экспозиция (60-150 мин) оказывают повреждающее действие на стерилизуемый материал и поэтому ограничивают возможности данного способа. Сухим жаром стерилизуют предметы из стекла, металла.

Химический метод (холодный) применяется для стерилизации крупногабаритных объектов и термолабильных материалов. Предметы помещают в герметические контейнеры, которые заполняют стерилизующим веществом. Главный недостаток химического метода стерилизации заключается в необходимости отмывания простерилизованного материала от остатков стерилизующего вещества, во время которого возможно повторное попадание на предмет микроорганизмов. Высоким антимикробным действием обладают гамма-излучение, газовый метод стерилизации. Газовый метод стерилизации используют в заводских условиях, особенно для стерилизации изделий медицинского назначения одноразового использования.

стерильность изделие медицинское назначение

Контроль стерильности изделий медицинского назначения

Стерильность понимается как абсолютное состояние, не допускающее наличия живых форм микроорганизмов, спор и токсинов даже в самом минимальном количестве. Так как контроль изделия на абсолютное отсутствие микроорганизмов возможен лишь на уровне статистической достоверности, то на практике используются различные типы индикаторов, позволяющие производить мониторинг стерилизационного процесса.

В зависимости от вида стерилизации контролю должны подвергаться различные параметры процесса: температура и экспозиция - для воздушной; температура, влажность (давление пара) и экспозиция - для паровой; экспозиция, температура и концентрация газа - для газовой стерилизации.

Для контроля качества стерилизации применяю три основных вида индикаторов:

Физические;

Химические;

Биологические.

Физические индикаторы (термометры, таймеры, светоиндикаторы, манометры и т. д.) предназначены для оперативного контроля параметров режимов работы паровых и воздушных стерилизаторов (температура стерилизации, давление, время стерилизационной выдержки). Результаты контроля позволяют оперативно выявить неисправность стерилизатора и контрольно-измерительных приборов, ориентировочно оценить правильность загрузки стерилизатора в каждом конкретном случае. Контроль температурного параметра режима работы паровых стерилизаторов осуществляют с использованием стеклянного ртутного термометра с диапазоном измерения от 0 до 150? С. Погрешность измерения не должна превышать 1? С. Упакованные термометры нумеруются и размещаются в контрольные точки камеры парового стерилизатора. По окончанию цикла стерилизации регистрируют показания термометра и сопоставляют их между собой, а также с номинальной температурой стерилизации. Отклонения в показаниях термометров допускаются в пределах, регламентированных ОСТ 42-21-2-85.

Давление в стерилизационной камере парового стерилизатора измеряют при помощи мановакуумметра.

Контроль температурного параметра режима работы воздушных стерилизаторов в течение цикла стерилизации проводят путем наблюдения за показаниями приборов, установленных на стерилизаторе (термометр-индикаторные устройства на панели аппарата). По окончанию цикла стерилизации регистрируют показания термометров и сопоставляют с их номинальной температурой стерилизации. При обнаружении неудовлетворительных результатов в процессе стерилизационного цикла и после его окончания загрузку считают непростерилизованной и подвергают повторной стерилизации.

Химические индикаторы предназначены для оперативного контроля одного или нескольких параметров режима работы паровых и воздушных стерилизаторов. Химический индикатор представляет собой запаянную с обоих концов стеклянную трубку, заполненную смесью химического соединения с органическим красителем или только химическим веществом, изменяющим свое агрегатное состояние либо цвет при достижении определенной для него температуры плавления. Упакованные химические тесты нумеруют и размещают в контрольные точки паровых и воздушных стерилизаторов. По окончанию стерилизации химические тесты вынимают из стерилизатора и визуально определяют изменение их агрегатного состояния и цвета. При удовлетворительном результате контроля химические тесты должны равномерно расплавиться и поменять цвет, что свидетельствует о достижении заданной температуры стерилизации. При неудовлетворительном результате контроля, т. е. при отсутствии равномерного расплавления и изменения цвета химического индикатора, материал считается непростерилизованным.

Биологические индикаторы являются третьим видом индикаторов контроля качества стерилизации. В этом случае используют стандартные тестовые культуры микроорганизмов, которые погибают в процессе стерилизации. Биологический контроль проводится следующим образом: на специальные бумажные полоски наноситься тестовая культура микроорганизмов (заранее известно, при какой температуре должна произойти их полная гибель). Приготовленные индикаторы помещают в различные отделы сухожарового шкафа или автоклава. Если режим стерилизации выдерживается и автоклав исправен, то микроорганизмы, содержащиеся на полоске, должны полностью инактивироваться.

Контроль качества стерильности изделий проводят как бактериологические лаборатории самих лечебно-профилактических учреждений, так и бактериологические лаборатории ЦГиЭ (центр гигиены и эпидемиологии).

Факторы стерилизационного процесса

Для достижения микробной деконтаминации изделий медицинского назначения проводится их стерилизация, параметры которой должны контролироваться. Стерильность достигается одновременным действием нескольких факторов.

Контроль качества стерилизации

Он проводиться в целях эффективности процесса и предусматривает:

Использование совокупности различных методов контроля;

Анализ полученных данных;

Протоколирование результатов;

Принятие управленческого решения в отношении материалов и инструментов, прошедших стерилизационную обработку (разрешение к использованию, проведение повторной стерилизации и т. д.)

По принципу размещения индикаторов на стерилизуемых объектам различают два типа химических индикаторов: наружные и внутренние.

Наружные индикаторы (ленты, наклейки) крепятся липким слоем на поверхности используемых упаковок (бумага, металл, стекло и т. д.) и впоследствии удаляются. Наружными индикаторами могут являться также некоторые упаковочные материалы (например, бумажно-пластиковые мешки, рулоны), содержащие химический индикатор на своей поверхности.

Внутренние индикаторы размещаются внутри упаковки со стерилизуемыми материалами независимо от её вида (бумажный или пластиковый пакет, металлический контейнер и др.). К ним относятся различные виды бумажных индикаторных полосок, содержащие на своей поверхности индикаторную краску.

В зависимости от количества контролируемых параметров стерилизационного цикла различают несколько классов химических индикаторов. Чем выше класс индикатора, тем больше параметров стерилизационного цикла он контролирует и тем выше вероятность получения стерильных материалов при их использовании.

Класс 1. Индикаторы процесса стерилизации - наружные индикаторы, предназначенные для использования на индивидуальных упаковках со стерилизуемыми материалами. Результаты расшифровки позволяют сделать заключение о том, что данная упаковка с инструментом (материалом) прошла стерилизационную обработку выбранным методом и таким образом отличить ее от необработанной.

Класс 2. Индикаторы одной переменной - предназначены для оперативного контроля действия одного из факторов стерилизации (например, достижение определенной температуры, концентрации активно действующего вещества в химическом растворе, концентрации газа и т. д.)

Класс 3. Мультипараметрические индикаторы - предназначены для оценки действия двух и более факторов стерилизационного цикла. Нанесенная на их поверхность индикаторная краска изменяет свой цвет только при одновременном действии нескольких параметров (например, температуры и экспозиции при воздушной стерилизации; температуры, экспозиции и насыщенного пара при паровом методе стерилизации; концентрации газа и относительной влажности при газовом методе и т. д.)

Класс 4. Интеграторы - химические индикаторы, которые являются аналогом биологических индикаторов. Они разработаны для использования в любых режимах парового или газового метода стерилизации и контролируют одновременное действие всех параметров выбранного метода. Принцип действия интеграторов основан на том, что скорость плавления химического вещества, содержащегося в них, идентична скорости гибели споровых форм бактерий, которые являются тестовыми и используются в традиционных биологических индикаторах. Их п р е и м у щ е с т в о: расшифровка результатов проводиться после окончания цикла стерилизации и позволяет сделать заключение о стерильности (нестерильности) материалов.

Размещено на Allbest.ru

Подобные документы

Особенности и режимы паровой, воздушной, химической, газовой, радиационной, плазменной стерилизации. Необходимые материалы и оборудование для проведения стерилизации хирургических и стоматологических инструментов, методы контроля ее эффективности.

презентация , добавлен 29.01.2013


Понятие о предстерилизационной очистке изделий медицинского назначения. Контроль качества предстерилизационной очистки. Упаковка перевязочного материала (ватные шарики, марлевые салфетки) и медицинского инструмента (пинцет, ножницы) для стерилизации.

реферат , добавлен 08.04.2019


Сущность и основные этапы проведения стерилизации. Принципы реализации предварительной подготовки. Изделия, подлежащие стерилизации, а также используемые методы: паровой, воздушный, химический. Закономерности и приемы контроля качества данного процесса.

презентация , добавлен 03.11.2015


Нормативные документы, регламентирующие требования к соблюдению дезинфекционного режима в лечебно-профилактических учреждениях. Методы стерилизации, их отличия и преимущества. Виды индикаторов, применяемых для контроль соблюдения критических параметров.

реферат , добавлен 22.04.2011


Понятие стерилизации как полного освобождения мединструментария от микроорганизмов, включая споровые формы, путем воздействия на них физическими или химическими факторами. Основные методы стерилизации, используемые в технологии лекарственных форм.

презентация , добавлен 14.10.2014


Методы стерилизации, разрешенные для применения в лечебно-профилактических учреждениях. Изделия, подлежащие стерилизации. Методы дезинфекции: кипячение, паровой, воздушный, химический. Предстерилизационная обработка. Оценка эффективности стерилизации.

презентация , добавлен 13.12.2012


Определение понятия стерилизации как метода, обеспечивающего гибель в стерилизуемом материале вегетативных и споровых форм патогенных и непатогенных микроорганизмов. Классификация методов стерилизации в условиях лечебно-профилактического учреждения.

презентация , добавлен 15.09.2011


Классификация методов стерилизации, их выбор. Исследование методов стерилизации инъекционных препаратов и глазных капель, содержащих вещества из различных химических групп, выпускаемых фармацевтическими предприятиями в России и ближнем зарубежье.

курсовая работа , добавлен 06.08.2013


Изучение методов и оборудования для дезинфекции и стерилизации. Описания клинико-диагностических аппаратов и оборудования для физиотерапии, стоматологии. Обеспечение условий безопасности и контроля качества технического обслуживания медицинской техники.

курсовая работа , добавлен 04.07.2013


Добровольная хирургическая стерилизация как самый эффективный и необратимый метод предохранения. Правовое обоснование и медицинские нормы, относящиеся к применению добровольной хирургической стерилизации. Обзор особенностей стерилизации мужчин и женщин.

МИНИСТЕРСТВО ЗДРАВООХРАНЕНИЯ РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ

ОБЩАЯ ФАРМАКОПЕЙНАЯ СТАТЬЯ

Стерилизация ОФС.1.1.0016.15

Взамен ст. ГФ XI , вып.2

Настоящая общая фармакопейная статья устанавливает методы и условия стерилизации, используемые при получении стерильных лекарственных средств.

Под стерильностью понимают отсутствие жизнеспособных микроорганизмов и их спор.

Стерилизация – это валидируемый процесс, используемый при получении стерильных лекарственных форм для освобождения продукта, оборудования, вспомогательных веществ и упаковки от живых микроорганизмов и их спор.

При изменении условий стерилизации, в том числе при изменении объема загрузки стерилизатора, необходимо проводить повторную валидацию.

Методы, описанные ниже, применимы для инактивации бактерий, дрожжевых и плесневых грибов.

По возможности продукцию стерилизуют в конечной упаковке (финишная стерилизация).

В случаях, когда финишная стерилизация невозможна, используют метод мембранной фильтрации или получение лекарственных препаратов в асептических условиях без последующей стерилизации конечного продукта. Дополнительно возможно проводить обработку объекта (например, стерилизация гамма-излучением) в конечной упаковке. Во всех случаях упаковка и укупорочные средства должны обеспечивать стерильность препарата в течение всего срока годности.

УРОВЕНЬ ОБЕСПЕЧЕНИЯ СТЕРИЛЬНОСТИ

Для методов, описанных ниже, в случае необходимости, указывают уровень обеспечения стерильности (УОС).

Уровень обеспечения стерильности процесса стерилизации – это степень гарантии, с которой процесс обеспечивает стерильность всех единиц продукции в серии. Для конкретного процесса уровень обеспечения стерильности определяется как вероятность наличия нестерильной единицы в серии. Например, УОС = 10 −6 означает, что в подвергнутой стерилизации серии готового продукта объемом 10 6 единиц существует вероятность наличия не более одного жизнеспособного микроорганизма. Уровень обеспечения стерильности процесса стерилизации для конкретного продукта устанавливают в процессе валидации.

МЕТОДЫ И УСЛОВИЯ СТЕРИЛИЗАЦИИ

Стерилизация может быть проведена одним из следующих методов или их комбинацией.

1. Термические методы:

• насыщенным водяным паром под давлением (автоклавирование);
• горячим воздухом (воздушная стерилизация).

1. Химические методы:

• газами;
• растворами антисептиков.

1. Стерилизация фильтрованием (через фильтры с требуемым размером пор).
2. Радиационный метод стерилизации.

Использование модификации или комбинации этих методов допускается при условии проведения валидации выбранного процесса стерилизации, чтобы обеспечить как эффективность процесса, так и целостность продукта, упаковки и укупорочных средств.

Для всех методов стерилизации, в том числе при использовании стандартных условий, для подтверждения обеспечения необходимых условий стерилизации всей серии продукта, на протяжении всего процесса стерилизации проводят мониторинг на критических стадиях производства.

Термическая стерилизация

Стерилизация насыщенным паром под давлением (автоклавирование)

Стерилизацию насыщенным паром осуществляют при температуре
120 – 122°С под давлением 120 кПа и при температуре 130 – 132 °С под давлением 200 кПа. Этот метод чаще всего применяют для водных растворов и других жидких лекарственных форм в герметично укупоренных, предварительно простерилизованных флаконах, ампулах или других видах упаковки. Стерилизацию проводят в паровых стерилизаторах (автоклавах). Стандартными условиями являются нагревание при температуре 120 – 122 °С в течение 8–15 мин. Время стерилизации зависит от физико-химических свойств и объема продукта, а также используемого оборудования (табл. 1).

Таблица 1 — Время стерилизации для различного объема раствора

Жиры и масла стерилизуют при температуре 120 – 122 °С в течение 2 ч.

Изделия из стекла, фарфора, металла, перевязочные и вспомогательные материалы, при необходимости санитарную технологическую одежду, стерилизуют при температуре 120 – 122 °С – в течение 45 мин, при
130 – 132 °С – в течение 20 мин. Для стерилизации изделий из резины следует использовать первый из указанных режимов.

Допускаются другие сочетания времени и температуры, если предварительно доказано, что выбранный режим стерилизации обеспечивает необходимый и воспроизводимый уровень гибели микроорганизмов. Используемые процедуры должны обеспечивать уровень обеспечения стерильности не более 10 -6 .

Автоклав загружают таким образом, чтобы обеспечить однородность температуры в пределах всей загрузки. В процессе автоклавирования следует регистрировать условия процесса стерилизации (температуру, давление и время). Температуру, как правило, измеряют с помощью термочувствительных элементов, помещенных в контрольные упаковки, вместе с дополнительными термоэлементами, помещенными в самые низкотемпературные места стерилизационной камеры, которые устанавливаются заранее. Условия каждого цикла стерилизации регистрируются, например, в виде температурно-временной диаграммы или другим подходящим способом.

Для оценки эффективности каждого цикла стерилизации возможно использование как химических (термовременных), так и биологических индикаторов.

Стерилизация горячим воздухом (воздушная стерилизация)

Для этого метода термической стерилизации стандартными условиями являются нагревание при температуре не менее 160 °С в течение не менее
2 ч.

Для стерилизации термостойких порошкообразных веществ (натрия хлорида, цинка оксида, талька, белой глины и др.) или минеральных и растительных масел, жиров, ланолина, вазелина, воска и др. температуру и время стерилизации устанавливают в зависимости от массы образца (табл. 2 и 3).

Таблица 2 — Условия стерилизации для термостойких порошкообразных веществ

Таблица 3 — Условия стерилизации для минеральных и растительных масел, жиров, ланолина, вазелина, воска и др.

Изделия из стекла, металла, фарфора, установки для стерилизующего фильтрования с фильтрами и приемники фильтрата стерилизуют при температуре 180 °С в течение 60 мин, или при температуре 160 °С – в течение 2,5 ч.

Воздушную стерилизацию при температуре более 220 °С обычно применяют для стерилизации и депирогенизации стеклянной упаковки. В этом случае должно быть доказано уменьшение на 3 порядка количества термостойких эндотоксинов вместо использования биологических индикаторов.

Допускается использование сочетаний времени и температуры, если предварительно доказано, что выбранный режим стерилизации обеспечивает необходимый и воспроизводимый уровень гибели микроорганизмов. Используемые процедуры должны обеспечивать уровень обеспечения стерильности не более 10 -6 .

Воздушную стерилизацию проводят в специальном сухожаровом шкафу с принудительной циркуляцией стерильного воздуха или на другом оборудовании, специально предназначенном для этих целей. Стерилизационный шкаф загружают таким образом, чтобы обеспечить однородность температуры в пределах всей загрузки. Температуру в стерилизационном шкафу, как правило, измеряют с помощью термочувствительных элементов, помещенных в контрольные упаковки, вместе с дополнительными термоэлементами, помещенными в самые низкотемпературные места стерилизационного шкафа, которые устанавливаются заранее. В ходе каждого цикла стерилизации регистрируют температуру и время. Для оценки эффективности каждого цикла стерилизации возможно использование как химических (термовременных), так и биологических индикаторов.

Химическая стерилизация

Химическую стерилизацию проводят газом или растворами.

Газовая стерилизация

Стерилизация газом применяется только в случае, если не могут быть использованы другие методы. При этом способе стерилизации должно быть обеспечено проникновение газа и влаги в стерилизуемый продукт, а также последующая дегазация и удаление продуктов его разложения в стерилизуемом продукте до уровня, не вызывающего токсического эффекта при применении лекарственного средства.

Стерилизацию газом проводят в газовых стерилизаторах или микроанаэростатах (портативный аппарат), оборудованных системой подачи газа и постстерилизационной дегазации. В качестве газа обычно используют оксид этилена. В связи с его высокой пожароопасностью, допускается его смешивание с каким-либо инертным газом.

Стерилизацию газом проводят при следующих режимах:

• – оксид этилена: стерилизующая доза 1200 мг/дм 3 , температура не менее
  18 °С, относительная влажность 80 %, время выдержки – 16 ч (портативный аппарат);
• – смесь оксида этилена и бромистого метила (1:2,5):

а) стерилизующая доза 2000 мг/дм 3 , температура 55 °С, относительная влажность 80 %, время выдержки 4 ч;

б) стерилизующая доза 2000 мг/дм 3 , температура не менее 18 °С, относительная влажность 80 %, время выдержки 16 ч.

Допускается использование других валидированных режимов газовой стерилизации, обеспечивающих стерильность и сохранность объекта.

Оксид этилена может проявлять мутагенные свойства и токсичность, особенно при использовании материалов, содержащих ионы хлора. В связи с токсичностью оксида этилена и бромистого метила применение стерилизованных этими газами изделий допускается только после их дегазации, т. е. выдержки в вентилируемом помещении до допустимых остаточных количеств, указанных в нормативной документации.

Условия дегазации зависят от назначения, способа применения, размеров изделий, материала изделия и упаковки и указываются в нормативно-технической документации на изделие.

По возможности в процессе стерилизации регистрируют следующие показатели: концентрацию газа, относительную влажность, температуру и время стерилизации. Измерения проводят в тех зонах, где условия стерилизации достигаются хуже всего, что устанавливают в процессе валидации.

Стерилизуемые изделия упаковывают в пакеты из полиэтиленовой пленки толщиной от 0,06 до 0,20 мм, пергамента и др. Метод рекомендован для изделий из резины, полимерных материалов, стекла, металла.

Эффективность процесса газовой стерилизации проверяют при каждой загрузке с помощью биологических индикаторов.

Перед выпуском каждой серии проверяют стерильность на определенном количестве образцов.

Химическая стерилизация растворами

Химическую стерилизацию проводят растворами антисептиков (водорода пероксид и надкислоты). Эффективность стерилизации растворами антисептиков зависит от концентрации активно действующего вещества, времени стерилизации и температуры стерилизующего раствора.

При стерилизации 6 % раствором водорода пероксида температура стерилизующего раствора должна быть не менее 18 °С, время стерилизации – 6 ч; при температуре 50 °С – 3 ч.

При стерилизации 1 % раствором дезоксона-1 (по надуксусной кислоте) температура стерилизующего раствора должна быть не менее 18 °С, время стерилизации 45 мин.

Химическую стерилизацию растворами антисептиков проводят в закрытых емкостях из стекла, пластмассы или емкостях, покрытых неповрежденной эмалью, при полном погружении изделия в раствор на время стерилизации. После этого изделие промывают стерильной водой в асептических условиях.

Метод стерилизации растворами антисептиков применяют для изделий из полимерных материалов, резины, стекла, коррозийно-стойких металлов.

Стерилизация фильтрованием

Некоторые действующие вещества и лекарственные препараты, которые не могут быть подвергнуты финишной стерилизации ни одним из описанных выше методов, могут быть простерилизованы с использованием мембранных фильтров. Такие продукты требуют соблюдения специальных мер предосторожности. Производственный процесс и производственная среда должны обеспечивать минимальный риск микробного загрязнения и требуют регулярного мониторинга. Оборудование, упаковка, укупорочные средства и, по возможности, ингредиенты следует подвергать соответствующей стерилизации. Рекомендуется проводить фильтрацию непосредственно перед наполнением упаковки. Операции, следующие за фильтрацией, проводят в асептических условиях.

Предварительную фильтрацию осуществляют через мембранные фильтры с размером пор не более 0,45 мкм. Затем растворы пропускают через мембранные фильтры с номинальным размером пор не более 0,22 мкм, способные задерживать не менее 10 7 микроорганизмов Pseudomonas diminuta на квадратный сантиметр поверхности. Допускается использование других типов фильтров, обеспечивающих такую же эффективность фильтрации.

Пригодность мембранных фильтров устанавливают путем микробиологических испытаний с использованием соответствующих микроорганизмов, например, Pseudomonas diminuta (ATCC 19146, NCIMB 11091 или CIP 103020). Рекомендуется использовать не менее 10 7 КОЕ/см 2 активной поверхности фильтра. Суспензия микроорганизмов должна быть приготовлена в триптонно-соевом бульоне, который после прохождения через фильтр собирают асептически и инкубируют в аэробных условиях при температуре не более 32 °С.

Уровень фильтрации определяют как величину логарифма снижения (ВЛС) микробной загрязненности. Например, если при фильтрации через мембранный фильтр с размером пор 0,22 мкм задерживается 107 микроорганизмов, ВЛС составляет не менее 7.

Следует учитывать уровень микробной контаминации до начала фильтрации, пропускную способность фильтра, объем серии продукта, продолжительность фильтрации, а также избегать загрязнений продукта микроорганизмами с фильтра. Срок использования фильтра не должен превышать времени, установленного при валидации данного фильтра в сочетании с конкретным фильтруемым продуктом. Не следует повторно использовать мембранные фильтры.

Целостность готового к применению мембранного фильтра проверяют до и после фильтрации путем испытаний, соответствующих типу фильтра и стадии проверки, например, испытанием на определение насыщенности («точка пузырька») методом диффузионного потока или выдержкой под давлением.

В связи с тем, что при проведении стерилизации фильтрованием существует больший потенциальный риск по сравнению с другими методами стерилизации, рекомендуется проводить предварительную фильтрацию через мембранные фильтры в тех случаях, когда низкий уровень микробной контаминации не может быть обеспечен другими средствами.

Получение лекарственных препаратов в асептических условиях без последующей стерилизации конечного продукта

Целью получения лекарственных препаратов в асептических условиях без последующей стерилизации конечного продукта является сохранение стерильности препарата с использованием компонентов, каждый из которых был предварительно простерилизован одним из вышеописанных методов. Это достигается путем проведения процесса в помещениях определенного класса чистоты, а также использования условий и оборудования, обеспечивающих стерильность.

В асептических условиях могут осуществляться: процесс наполнения упаковки, укупорка, асептическое смешивание ингредиентов с последующим асептическим наполнением и укупоркой. Для сохранения стерильности ингредиентов и готового продукта в ходе производственного процесса особое внимание следует уделять:

• – состоянию производственной среды;
• – персоналу;
• – критическим поверхностям;
• – стерилизации упаковки и укупорочных средств и передаточным процедурам;
• – предельно допустимому времени хранения продукта до момента наполнения конечной упаковки.

Валидация процесса включает надлежащую проверку всех перечисленного выше пунктов, а также систематический контроль с применением имитационных тестов с использованием питательной среды, которую инкубируют и исследуют на наличие микробной контаминации (тесты на заполнение питательными средами). Перед выпуском каждой серии продукта, простерилизованного фильтрованием и/или изготовленного в асептических условиях, следует проводить испытания стерильности на соответствующем количестве образцов.

Радиационный метод стерилизации

Радиационный метод стерилизации осуществляют путем облучения продукта ионизирующим излучением. Данный метод может быть использован для стерилизации лекарственного растительного сырья, лекарственных растительных препаратов, лекарственных средств растительного происхождения и др.

γ-излучение, источником которого может быть либо радиоизотопный элемент (например, кобальт-60), либо пучок электронов, подаваемый соответствующим ускорителем электронов.

Для этого метода стерилизации дозу поглощения устанавливают от
10 до 50 кГр. Допускается использование других доз, если предварительно доказано, что выбранный режим обеспечивает необходимый и воспроизводимый уровень летальности микроорганизмов. Используемые процедуры и меры предосторожности должны обеспечивать уровень обеспечения стерильности не более 10 -6 .

Преимуществом радиационной стерилизации является ее низкая химическая активность и легко контролируемая доза излучения, которая может быть точно измерена. Радиационная стерилизация проходит при минимальной температуре, однако могут быть ограничения при использовании некоторых типов стеклянной и пластиковой упаковки.

В процессе радиационной стерилизации следует постоянно осуществлять мониторинг поглощенного готовым продуктом излучения при помощи установленных дозиметрических методов независимо от величины дозы. Дозиметры калибруют по отношению к стандартному источнику на эталонной радиационной установке при получении от поставщика и затем с периодичностью, не превышающей одного года.

Если предусмотрена биологическая оценка, ее проводят с использованием биологических индикаторов.

БИОЛОГИЧЕСКИЕ ИНДИКАТОРЫ СТЕРИЛИЗАЦИИ

Биологические индикаторы – это стандартизованные препараты определенных микроорганизмов, используемые для оценки эффективности процесса стерилизации.

Биологический индикатор обычно представляет собой споры бактерий, нанесенные на инертный носитель, например, полоску фильтровальной бумаги, стеклянную пластинку или пластиковую пробирку. Инокулированный носитель изолируют так, чтобы предотвратить его повреждение или загрязнение и, в то же время, обеспечить контакт стерилизующего агента с микроорганизмами. Суспензии спор могут находиться в герметично запаянных ампулах.

Биологические индикаторы готовят таким образом, чтобы обеспечить их сохранность при определенных условиях; для них должен быть указан срок годности.

Те же штаммы бактерий, что используют при производстве биологических индикаторов, могут быть инокулированы непосредственно в жидкий продукт, подлежащий стерилизации, или в жидкий продукт, аналогичный стерилизуемому. В этом случае должно быть доказано, что жидкий продукт не оказывает ингибирующего действия на споры, особенно на их прорастание.

Для биологического индикатора указывают следующие характеристики: вид бактерий, используемых в качестве эталонных микроорганизмов; номер штамма в исходной коллекции; число жизнеспособных спор, приходящееся на носитель; величину D .

Величина D – значение параметра стерилизации (продолжительность или поглощенная доза), обеспечивающее снижение числа жизнеспособных микроорганизмов до 10 % от их исходного числа. Эта величина имеет смысл для строго определенных экспериментальных условий стерилизации. Биологический индикатор должен содержать только указанные микроорганизмы. Допускается использование биологических индикаторов, содержащих более одного вида бактерий на одном носителе. Должна быть указана информация о питательной среде и условиях инкубации.

Рекомендуется размещать индикаторы в областях, наименее доступных для стерилизующего агента, определенных предварительно эмпирически или на основании предварительных физических измерений. После воздействия стерилизующего агента носитель спор переносят на питательную среду в асептических условиях.

Допускается использование биологических индикаторов промышленного производства в закрытых ампулах с питательной средой, помещенных непосредственно в упаковку, защищающую инокулированный носитель.

Выбор эталонных микроорганизмов для биологических индикаторов осуществляют с учетом следующих требований:

• – устойчивость тест-штамма к конкретному методу стерилизации должна быть выше по сравнению с устойчивостью всех патогенных микроорганизмов и других микроорганизмов, контаминирующих продукт;
• – тест-штамм должен быть непатогенным;
• – тест-штамм должен легко культивироваться.

Если после инкубации наблюдается рост эталонных микроорганизмов, это свидетельствует о неудовлетворительно проведенном процессе стерилизации.

Особенности применения биологических индикаторов стерилизации

Стерилизация насыщенным паром под давлением

Биологические индикаторы для контроля стерилизации насыщенным паром под давлением рекомендуется использовать при валидации циклов стерилизации. Рекомендуется использовать Bacillus stearothermophilus (например, ATCC 7953, NCTC 10007, NCIMB 8157 или CIP 52.81). Число жизнеспособных спор должно превышать 5 · 10 5 на носитель. Величина D при температуре 121 °С должна составлять более 1,5 мин. При обработке биологического индикатора паром при температуре (121 ± 1) °С под давлением 120 кПа в течение 6 мин должно наблюдаться сохранение жизнеспособных спор, а обработка при той же температуре в течение 15 мин должна приводить к полной гибели эталонных микроорганизмов.

Воздушная стерилизация

Рекомендуется использовать для приготовления биологических индикаторов Bacillus subtilis (например, var . niger ATCC 9372, NCIMB 8058 или CIP 77.18). Число жизнеспособных спор должно превышать 1 ∙ 10 5 на носитель, величина D при температуре 160 °С составляет 1 – 3 мин. Для стерилизации и депирогенизации стеклянного оборудования часто используют горячий воздух при температуре более 220 °С. В этом случае заменой биологическим индикаторам может служить снижение на 3 порядка количества термостойких бактериальных эндотоксинов.

Радиационная стерилизация

Биологические индикаторы могут использоваться для мониторинга текущих операций в качестве дополнительной оценки эффективности установленной дозы излучения, особенно в случае стерилизации ускоренными электронами. Рекомендуются споры Bacillus pumilus (например, ATCC 27.142, NCTC 10327, NCIMB 10692 или CIP 77.25). Число жизнеспособных спор должно превышать 1 ∙ 10 7 на носитель. Величина D должна составлять более 1,9 кГр. Следует убедиться, что после облучения биологического индикатора дозой 25 кГр (минимальная поглощенная доза) рост эталонных микроорганизмов не наблюдается.

Газовая стерилизация

Использование биологических индикаторов необходимо при проведении всех процедур газовой стерилизации как при валидации циклов, так и при проведении рутинных операций. Рекомендуется использовать споры Bacillus subtilis (например, var . niger ATCC 9372, NCIMB 8058 или CIP 77.18) при использовании этилена оксида. Число жизнеспособных спор должно превышать 5 · 10 5 на носитель. Параметры устойчивости следующие: величина D составляет более 2,5 мин для испытания цикла при концентрации этилена оксида 600 мг/л, температуре 54 °С и 60 % относительной влажности. Следует убедиться, что после 60-минутного цикла стерилизации с указанными параметрами не наблюдается рост эталонных микроорганизмов, тогда как после 15 мин цикла стерилизации при более низкой температуре (600 мг/л, 30 °С, 60 % влажности) жизнеспособность спор сохраняется.

Биологический индикатор должен позволять обнаруживать недостаточную влажность в стерилизаторе и продукте: при воздействии на него этилена оксида концентрации 600 мг/л при температуре 54 °С в течение 60 мин без увлажнения должна сохраняться жизнеспособность спор.

В последние годы отмечают появление и распростра­нение патогенных микроорганизмов, высоко-резистент­ных к действию факторов окружающей среды. Поэтому ужесточаются способы стерилизации и особое значение придают правильному выбору режима стерилизации и тщательному контролю ее качества. При выборе режима стерилизации необходимо учитывать исходную контами­нацию, которую оценивают не только количественно, но и качественно, т. е. определяя устойчивость микроорга­низмов к стерилизующему фактору. Исходная контами­нация изменяется в зависимости от времени года и источ­ника сырья. Определение стерильности готовой продук­ции путем выборочного контроля не дает гарантии стерильности всей партии, поэтому необходимо строго соблюдать режим стерилизации.

Контроль эффективности стерилизации осуществляют несколькими методами (А.А.Воробьёв с соавт., 2002):

1) по показаниям приборов (мановакуумметров, термометров, таймеров) Максимальные термометры, физико-химические и биотесты помещают в определенные точки аппарата.

2) физико-химические тесты (вместе со стерилизуемым материалом в аппарат закладывают ампулы с кристаллами веществ, имеющие определенную точку плавления и меняющие консистенцию или цвет при достижении определенной температуры стерилизуемого материала, например, антипирин - температура плавления 113°С, резор­цин- 110°С, бензойную кислоту- 121°С). В настоящее время для контроля параметров режимов работы паровых и воз­душных стерилизаторов используются специальные бумажные термохимические индикаторы одноразового применения, которые при нужной температуре стерилизации меняют цвет. Бумажные полоски закладываются в разных местах со стерилизуемым материалом и после окончания цикла сверяют изменение окраски индикатора с эталоном. Если индикатор светлее эта­лона, стерилизуемые объекты подлежат повторной стерилизации.

3) биологические тесты (в аппарат помещают флакончики с салфетками или бумажными дисками, пропитанными взвесью термостойкого спорообразующего микроба (Bacillus stearotermophilus для контроля паровых или Bacillus licheniformis для контроля воздушных стерилизаторов) и после стерилизации их инкубируют в МПБ - прозрачный бульон, если споры погибли, не должен мутнеть);

4) молекулярно-генетические методы контроля - гениндикация могут использоваться в случае оценки стерилизации в отношении трудно-культивируемых бактерий (анаэробная группа) или вирусов. С этой целью применяют полимеразную цепную реакцию или обратную гибридизацию ДНК с праймерами соответствующих видов микробов (В.Н.Царёв с соавт., 2002).

Показателями эффективной работы стерилизационной аппаратуры являются: отсутствие роста тест-культуры в сочетании с удовлетворительными результатами физического и химического контроля, либо отсутствие маркерных генов по данным ПЦР и гибридизации ДНК.

Контроль стерильности бактериологическим методом проводят путем прямого посева (погружения) изделий в питательные среды (мелкие или детали разъемных изделий, инструменты - целиком, от шовного или перевязочного материала - отрезанные фрагменты) или (для крупных изделий) методом смывов. Материалом обязательно засевают две среды - тиогликолевую (для роста бактерий) и среду Сабуро (для роста грибов). Посевы на тиогликолевой среде выдерживают при 32°С, на среде Сабуро - при 22°С в течение 7 суток (для изделий после тепловой стерилизации). При отсутствии роста во всех пробирках (флаконах) делают заключение о стерильности изделий.